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Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12674 (2023) Citar este artículo

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En ambientes marinos, la selección de huéspedes, que define cómo los organismos simbióticos reconocen e interactúan con sus huéspedes, a menudo está mediada por la comunicación olfativa. Aunque los simbiontes adultos pueden seleccionar a sus huéspedes detectando señales quimiosensoriales, no hay información disponible sobre el reclutamiento de larvas simbióticas, que es un paso crucial para mantener las simbiosis a lo largo de generaciones. Este estudio investiga el reconocimiento olfativo de las estrellas de mar hospedadoras por parte de los camarones adultos Zenopontonia soror y el reclutamiento de sus larvas. Examinamos los semioquímicos que influyen en la selección del huésped mediante extracciones químicas, experimentos de comportamiento en olfatómetros y análisis de espectrometría de masas. Después de describir la población simbiótica y el desarrollo embrionario de los camarones, nuestros resultados demuestran que las asterosaponinas, que tradicionalmente se consideran defensas químicas en las estrellas de mar, son específicas de cada especie y desempeñan un papel en la atracción de los camarones simbióticos. Se descubrió que los camarones adultos se sentían atraídos únicamente por su especie huésped original Culcita novaeguineae, mientras que las larvas eran atraídas por diferentes especies de estrellas de mar. Este estudio proporciona la primera identificación química de una señal olfativa utilizada por las larvas de organismos simbióticos para localizar a su huésped para el reclutamiento. Estos hallazgos resaltan la importancia de la comunicación química en la mediación de asociaciones simbióticas, que tiene implicaciones significativas más amplias para comprender la dinámica ecológica de los ecosistemas marinos.

Las relaciones simbióticas, definidas como asociaciones estrechas y duraderas entre dos especies diferentes, son omnipresentes en toda la biosfera1,2. El impacto de un simbionte en la aptitud del huésped varía dependiendo de factores como el tipo de simbiosis, la etapa de desarrollo del simbionte o factores estresantes externos como la escasez de alimentos o los cambios ambientales3,4,5. Sin embargo, los simbiontes siempre obtienen una ventaja de aptitud física de la relación simbiótica, lo que a menudo resulta en una fuerte dependencia del huésped1,6,7. La coevolución es frecuente en asociaciones simbióticas y conduce a adaptaciones fisiológicas, morfológicas y de comportamiento intrínsecas6,7,8,9. Un factor clave que sostiene las relaciones simbióticas entre generaciones es el establecimiento de un reconocimiento específico, que permite al simbionte asociarse selectivamente con su huésped10.

El reconocimiento del huésped se logra mediante comunicación multimodal impulsada por diversos estímulos, como señales visuales, acústicas y químicas11,12. La detección química se considera la forma de comunicación más común en ambientes marinos13,14,15. Las señales químicas son metabolitos específicos denominados ecomonas o semioquímicos13,14,15. En las relaciones interespecíficas, se pueden distinguir tres categorías de ecomonas: alomonas, cairomonas y sinomonas. Estas moléculas proporcionan beneficios ya sea para el organismo productor, para el organismo receptor o para ambos, respectivamente16. Como el simbionte siempre recibe un beneficio de la simbiosis, las moléculas involucradas en el reconocimiento del huésped son kairomonas en asociaciones parasitarias o comensales o sinomonas en relaciones mutuas13.

Aunque la señalización química desempeña un papel crucial en el establecimiento de relaciones simbióticas14,15,17,18,19, la naturaleza química exacta de estas señales sigue sin identificarse en gran medida en los organismos marinos. Actualmente, hasta el momento sólo se han identificado cuatro semioquímicos diferentes de reconocimiento del huésped en ambientes marinos 13,20,21,22. Estas moléculas estructural y funcionalmente diversas incluyen las saponinas triterpénicas anfifílicas involucradas en la asociación entre los pepinos de mar y los cangrejos arlequín13 y la anfikuemina hidrofóbica que actúa como una sinomona que permite la simbiosis entre la anémona de mar y el pez payaso20. Además, recientemente se descubrieron dos cairomonas hidrofóbicas, los espinocromos producidos por los erizos de mar y reconocidos por los camarones simbióticos22 y las antraquinonas que permiten el reconocimiento entre crinoideos y camarones pistola21. Estos cócteles de moléculas son firmas químicas específicas de los huéspedes, lo que permite a los simbiontes una selección precisa del huésped. En comparación con el gran número de cairomonas que se han identificado en ambientes terrestres23 y dada la ocurrencia generalizada de simbiosis en ambientes marinos, una multitud de otras cairomonas de reconocimiento de huésped ciertamente esperan ser descubiertas.

Teniendo en cuenta que la mayoría de los invertebrados simbióticos marinos tienen un ciclo de vida indirecto24, generando uno o varios estadios larvarios pelágicos, la pregunta de cómo estas larvas simbiontes pueden reconocer a su huésped bentónico para garantizar un reclutamiento y asentamiento exitosos sigue sin respuesta. Si bien estudios anteriores han sugerido que la detección química desempeña un papel en el asentamiento de las larvas25,26,27,28,29, esto aún no se ha demostrado en el contexto de las asociaciones simbióticas marinas. Este estudio tiene como objetivo abordar esta brecha examinando las señales químicas detectadas por los adultos y las larvas de los camarones estrella de mar simbióticos Zenopontonia (ex. Periclimenes) soror (Fig. 1C-E) que viven en la estrella de mar cojín Culcita novaeguineae (Fig. 1G). Z. soror es un simbionte obligatorio de las estrellas de mar tropicales y se sabe que está asociado con 23 especies de asteroides12. Aquí se investigaron como candidatos a kairomonas glucósidos esteroides específicos de asteroides, también conocidos como asterosaponinas30, descritos principalmente como metabolitos que tienen un papel en la defensa química30. Esta hipótesis se basa en estudios recientes que demuestran que los semioquímicos defensivos específicos de los equinodermos también podrían actuar como feromonas31 pero también como cairomonas en simbiosis13,22. En el presente estudio, estas moléculas fueron probadas para el reconocimiento del huésped en camarones adultos y, por primera vez, para el reconocimiento del huésped en sus larvas. La estrategia científica implicó (1) pruebas de comportamiento en dos modelos de olfatómetro diferentes, (2) extracciones de saponina del huésped original C. novaeguineae, huéspedes potenciales (Acanthaster planci; Linckia laevigata)12,32,33,34,35,36, y especies no hospedantes (Holothuria scabra; Asterias rubens; Echinaster sepositus), y (3) investigación de la diversidad de asterosaponinas mediante análisis de espectrometría de masas.

Descripción de los organismos modelo investigados y localización: (A) mapa de la isla Mo'orea destacando el área de recolección (rectángulo blanco); (B) zoom del mapa (A) que muestra el sitio de recolección preciso de Culcita novaeguineae en rojo y el área de recolección de Acanthaster planci en naranja. (C-E) Diferentes morfotipos de los camarones simbióticos Zenopontonia soror, con una flecha blanca resaltando los simbiontes. (F) Estadio larval zoeal de Z. soror. (G) El huésped C. novaeguineae en su entorno y (H) A. planci en una colonia de coral. (A,B) Modificado de ©Google Earth, versión 9.181.0.1. Las barras de escala representan 0,2 km en (A); 1,6 km en (B); 0,5 cm (C); 0,6 cm (D; 0,5 cm (E); 100 µm (F); 10 cm (G,H).

Un total de 71 estrellas de mar C. novaeguineae, con un diámetro que varía de 12 a 19 cm (media ± DE de 14,5 ± 1,3 cm) fueron recolectadas en las interbahías de la laguna de Mo'orea. Por lo general, estaban escondidos bajo arrecifes de coral o rocas durante el día y más visibles y activos durante la noche en condiciones naturales y artificiales (por ejemplo, escalando las paredes verticales de los tanques cada noche desde el atardecer hasta el amanecer). Las estrellas cojín muestreadas albergaron 152 camarones simbióticos Z. soror. La ocurrencia simbiótica de la asociación fue del 69,2%; la mayoría de los camarones se encontraron externamente en el lado aboral de su huésped con 1 a 14 individuos por huésped (Fig. 2A). La media de la carga simbiótica fue de 2,1 ± 2,6 (media ± DE) camarones por estrella de mar. Curiosamente, se observó un individuo de camarón vivo dentro de la boca de su huésped (Fig. 2B). Se observaron tres morfotipos de color para los camarones simbióticos: el 14,5% (n = 22) estaban coloreados con una banda dorsal blanca (Fig. 1C), el 13,2% (n = 20) estaban completamente coloreados (Fig. 1D) y el 72,4% (n = 110) eran transparentes (Fig. 1E). Otra variabilidad entre los simbiontes se refería a su dimorfismo de quelípedos: el 29% (n = 44) de los camarones presentaban una garra izquierda agrandada, el 35% (n = 52) tenían una garra derecha agrandada y el 36% (n = 54) no mostraban diferencias. entre las garras izquierda y derecha. La longitud de los camarones osciló entre 0,4 y 1,5 cm (media ± DE de 0,9 ± 0,2 cm) y el 18% (n = 27) eran hembras grávidas (Fig. 2CX). Las hembras grávidas fueron los individuos más grandes, midiendo 1,2 ± 0,1 cm de largo. También notamos que la ocurrencia de la simbiosis podría variar dramáticamente dentro de la laguna entre dos micropoblaciones de estrellas de mar en cojín que estaban separadas por un canal de navegación de 22 m de profundidad en el que el flujo era más fuerte, probablemente limitando la dispersión de las larvas pelágicas que no pudo llegar a la población aislada de C. novaeguineae. De hecho, no se encontraron simbiontes en esta población aislada que no se hayan considerado en nuestra descripción de población simbiótica. Además, no se encontraron camarones simbióticos en los 11 A. planci (Fig. 1H) observados durante las recolecciones de buceo en el arrecife exterior.

Descripción de la población simbiótica y el desarrollo embrionario de Zenopontonia soror: (A) ocurrencia (%) y carga simbiótica de camarones estrella de mar por individuo huésped. (B). Se observaron dos Z. soror simbióticos en asociación con su huésped Culcita novaeguineae: un camarón transparente cerca de la boca (flecha negra) y un morfotipo coloreado dentro de la boca (flecha blanca). (C) Ciclo de desarrollo del camarón Z. soror. I. Óvulo pigmentado que representa un óvulo no fertilizado o una de las primeras etapas de desarrollo. II. Huevo pigmentado con gran cantidad de yema y blastómeros de mayor tamaño. III. Huevo pigmentado con inicio de desarrollo embrionario (flecha blanca). IV. Huevo con un ligero crecimiento del embrión. V. Huevo pigmentado con desarrollo embrionario que presenta un eje anteroposterior discernible. VI. Huevo pigmentado que presenta una vesícula negra correspondiente al desarrollo de un ojo (flecha blanca) y disminución de la cantidad de yema. VII. Embrión de desarrollo avanzado que muestra un desarrollo del ojo, cuerpo segmentado y una reducción de la yema pigmentada. VIII. Embrión desarrollado con muy poco contenido de yema y cuerpo desarrollado y ojos complejos que presentan omatidios. IX. Primer estadio larval zoeal. X. Adulto grávido Z. soror con huevos (círculo blanco). La barra de escala representa 0,5 cm en (B); 140 µm para CI a − C IX y 700 µm en (C) X.

El objetivo principal del seguimiento de los huevos de camarón era obtener larvas que pudieran analizarse en un olfatómetro de bajo flujo, se monitoreó periódicamente su etapa de desarrollo y se pudieron realizar varias observaciones sobre el desarrollo de los embriones. Varias etapas de desarrollo (desde ovocitos no fertilizados hasta embriones bien desarrollados) estaban presentes al mismo tiempo en la población, pero para una hembra determinada, todos los óvulos presentaban una etapa de desarrollo homogénea. Se observó un crecimiento general del óvulo entre el primero y el último. etapa de desarrollo embrionario, midiendo los huevos más inmaduros (Etapa I) 460 ± 28 µm, hasta la etapa final VIII, que exhibió un diámetro de 639 ± 19 µm (Fig. 2C). En los estadios I y II (longitud = 518 ± 33 µm), en los huevos solo se observó yema a través de la transparencia. Mientras que la etapa I se caracterizó por numerosas “microgotas” (probablemente correspondientes a blastómeros) que parecían homogéneas, la siguiente etapa comprendió “microgotas” más grandes que se acumulaban en un lado del huevo (probablemente correspondiente al crecimiento y migración del huevo). blastómeros hacia un polo del embrión). Durante las etapas III (longitud = 525 ± 36 µm), IV (longitud = 544 ± 37 µm) y V (longitud = 555 ± 34 µm), los embriones fueron visibles en los huevos, mientras que se pudo observar una reducción en la yema. En la etapa III, emergió un embrión en un polo del óvulo. Durante el estadio IV, este embrión ocupó un mayor volumen. En el estadio V se pudo discernir el eje anteroposterior del organismo, así como el inicio de la segmentación de los apéndices locomotores. Desde la etapa VI (longitud = 571 ± 12 µm), los dos ojos comenzaron a formarse y presumiblemente contenían pigmento de melanina, se desarrollaron hasta la etapa VII (longitud = 595 ± 29 µm) y finalmente condujeron a la formación de omatidios durante la etapa VIII (longitud = 595 ± 12 µm). 639 ± 19 µm). Después de esta etapa, el embrión continuó desarrollándose y finalmente resultó en la aparición de una larva zoeal. Esta primera etapa de larvas zoeales exhibió apéndices bien desarrollados, incluidas patas, telson, antenas y ojos prominentes. Con una longitud de 825 ± 35 µm, la región basal de la cabeza presentaba una sustancia de color amarillo anaranjado que parecía similar a la yema. En este estudio no se observaron las siguientes etapas de desarrollo de las larvas (por ejemplo, etapas posteriores a la eclosión).

A nivel mundial, se detectaron 51 moléculas de saponina diferentes en las tres posibles especies hospedadoras de estrellas de mar. Cada especie de estrella de mar investigada presenta un cóctel específico de saponinas (Tabla 1; Fig. 3). Los congéneres de saponina se distinguieron en función de sus composiciones elementales y tiempos de elución de LC que están específicamente asociados con sus restos aglicón/azúcar y la presencia/ausencia de un grupo sulfato (Tabla 1). El número de saponinas detectadas varió según la especie, presentando C. novaeguineae, A. planci y L. laevigata 13, 18 y 20 congéneres de saponinas, respectivamente. Cada cóctel estaba compuesto por 3 o 4 congéneres principales que, en conjunto, representaban aproximadamente el 75%, 69% y 64% (en abundancia relativa, mol%) del contenido total de saponina en el extracto natural de C. novaeguineae, A. planci y L. laevigata, respectivamente (Tabla 1, en negrita; Fig. 3). La mayoría de las saponinas (n = 37) eran específicas de cada especie, pero algunas saponinas (n = 7) eran comunes tanto a C. novaeguineae como a A. planci (misma fórmula molecular y tiempo de retención). Basándonos en análisis de espectrometría de masas, estimamos que el contenido de saponina en los extractos naturales está entre el 92 y el 95 % (en % en peso).

Abundancias relativas (%) en moles de las asterosaponinas de las tres estrellas de mar anfitrionas potenciales: (A) Culcita novaeguineae, (B) Acanthaster planci y (C) Linckia laevigata.

Durante el control negativo con ambos acuarios del olfatómetro llenos exclusivamente con agua de mar no acondicionada, el 90% (n = 18/20) de los camarones permanecieron en la entrada del olfatómetro y no mostraron ninguna quimiotaxis positiva (Tabla 2; Video SI2) . Por lo tanto, los individuos de Z. soror no provocaron un comportamiento reológico o mediado químicamente atractivo al probar flujos de agua de mar no acondicionados. Cuando se acondicionó un acuario con el huésped inicial, C. novaeguineae o sus asterosponinas extraídas, los camarones generalmente mostraban comportamientos de acicalamiento y movimiento rápido con sus antenas y pereiópodos A1 y A2, que están asociados a patrones de quimiorrecepción13. La quimiorrecepción condujo a la detección y orientación exitosa de más del 82% (n = 33/40) de los camarones (Video SI1), lo que confirma que Z. soror puede detectar semioquímicos producidos por su huésped inicial pero también que las asterosaponinas desempeñan el papel de Kairomonas que permiten la selección del huésped.

Las astrosaponinas extraídas de la estrella de mar corona de espinas del huésped potencial, A. planci, y de la estrella de mar azul L. laevigata, provocaron comportamientos de quimiosensación, pero no fueron atractivas para Z. soror con un 65% (n = 13/20) y un 75% (n = 15). /20) de los camarones analizados que permanecieron en el origen del olfatómetro de tubo en Y y no mostraron quimiotaxis positiva. Finalmente, las saponinas extraídas de las dos especies de estrellas de mar no hospedantes (A. rubens y E. sepositus) y del pepino de mar H. scabra revelaron resultados similares a los del control negativo y, por lo tanto, se consideraron no atractivas para Z. soror.

El dispositivo de tubo en Y de bajo flujo está adaptado para probar la quimiotaxis larvaria (Fig. 6). Los resultados se resumen en la Tabla 3. Al realizar el control negativo (es decir, ambos acuarios llenos de agua de mar no acondicionada), las larvas permanecieron bastante inactivas y fueron transportadas pasivamente al tubo en Y con la corriente generada por la bomba peristáltica. El tiempo medio (± DE) de deriva de las larvas en el sistema fue de 64,3 ± 49,4 s. No se observó ningún comportamiento de detección/orientación (12 nulos en 20 larvas). De hecho, las larvas casi nunca se movían activamente en el dispositivo y cuando lo hacían se desplazaban hacia la derecha o hacia la izquierda en un porcentaje equivalente (50%). Cuando uno de los acuarios se llenó con agua acondicionada por la especie huésped, las larvas fueron más activas y nadaron periódicamente y permanecieron significativamente más tiempo en la zona de monitoreo (ANOVA, F(4, 175) = 7,1, valor P = 2,7 × 10–5). Las larvas podían orientarse fuertemente hacia el lado del huésped del tubo en Y (33 larvas se orientaron adecuadamente en 40). Esos resultados confirman la validez del dispositivo olfatómetro de bajo flujo que puede usarse para identificar la quimiotaxis de larvas. Curiosamente, las larvas zoeales mostraron resultados de orientación similares con agua acondicionada con las saponinas extraídas de las dos especies hospedantes potenciales, C. novaeguineae y A. planci. Sin embargo, cuando realizamos una prueba para comparar simultáneamente las señales provenientes de las dos especies hospedantes potenciales, las larvas se orientaron significativamente hacia C. novaeguineae, lo que indica una preferencia por esta señal en comparación con la de A. planci.

La homocedasticidad (Prueba de Bartlett, K2 = 1,5, gl = 4, valor de P = 0,8) y la distribución de los residuos se verificaron utilizando un gráfico cuantil-cuantil (Fig. SI-1) y mostraron que no diferían significativamente de un distribución normal. Múltiples comparaciones de medias (Tukey HSD) demostraron (Fig. 4) que las larvas tuvieron un tiempo de deriva más corto en el dispositivo en la prueba de control negativo (agua de mar versus agua de mar) que cuando se enfrentaron a las señales de uno de sus huéspedes [(lineal hipótesis = C. novaeguineae agua acondicionada VS agua de mar–agua de mar VS agua de mar = 0, t = − 0,4, valor P = 4 × 10–3); (hipótesis lineales = extracto de C. novaeguineae VS agua de mar—agua de mar VS agua de mar = 0, t = − 5,1, valor P = 1 × 10–3); (hipótesis lineales = extracto de A. planci VS agua de mar–agua de mar VS agua de mar = 0, t = − 3,3, valor P = 1 × 10–2)]. Cuando ambos extractos del huésped se inyectaron juntos, las larvas permanecieron un poco más de tiempo en el dispositivo en comparación con los controles negativos, pero los tiempos medios no son significativamente diferentes (hipótesis lineales = extracto de C. novaeguineae versus extracto de A. planci: agua de mar versus agua de mar = 0, t = − 2,5, valor P = 0,1). Sin embargo, se observa una diferencia de tiempo media significativa entre la prueba donde se prueban ambos extractos juntos y la prueba donde solo se inyectan las asterosponinas de C. novaeguineae, permaneciendo las larvas más tiempo en el segundo (hipótesis lineales = extracto de C. novaeguineae). VS agua de mar: extracto de C. novaeguineae VS extracto de A. planci = 0, t = 3,2, valor P = 1 × 10–2).

Tiempo de deriva de la prueba de larvas de Zenopontonia soror bajo diferentes señales químicas: (A) Tiempo (s) de deriva de las larvas de Z. soror dentro del dispositivo olfatómetro durante los diferentes experimentos. Para cada experimento, el punto rojo corresponde a los valores intermedios y la línea roja representa la desviación estándar. Los puntos grises representan las medidas del tiempo de deriva de las larvas, con pequeños desplazamientos horizontales aleatorios para separarlas visualmente. El número n encima de cada cuadro representa el número de larvas observadas en cada experimento. Todos los experimentos se abrevian de la siguiente manera (i) WXW: agua de mar VS agua de mar (control negativo); (ii) CCXW: C. novaeguineae agua acondicionada VS agua de mar; (iii) SCXW: saponinas de C. novaeguineae VS agua de mar; (iv) SAXW: saponinas de A. planci VS agua de mar. (B) Resultados de las comparaciones múltiples de la prueba de medias (Tukey). Los resultados significativos (valor de P, 0,01) están subrayados y en negrita.

Zenopontonia soror es un asociado obligado que habita en al menos 23 especies hospedadoras de asteroides diferentes, lo que lo convierte en un simbionte generalista a nivel de especie y un simbionte específico en la clase Asteroidea. En la laguna norte de Mo'orea, más de dos tercios de C. novaeguineae albergaron individuos de camarón estrella de mar, con un máximo de 14 camarones coexistiendo en un mismo huésped. Hasta la fecha, la mayor ocurrencia jamás registrada alcanzó hasta 53 individuos de Z. soror en un C. novaeguineae 12,36. Incluso si estudios previos informaron la asociación entre Z. soror y C. novaeguineae en las islas Tuamotu y las islas de la Sociedad38,39 e incluso describen parcialmente la preferencia de huésped y el hábito alimentario del simbionte32,34, este estudio es el primero en proporcionar una descripción exhaustiva de la población simbiótica en la Polinesia Francesa. El A. planci corona de espinas monitoreado en este estudio no albergaba ningún simbionte, sino que solo se encontró en el arrecife externo y no en la laguna del norte de Mo'orea en el momento de las misiones de campo (Fig. 1B). . Esta especie coralívora puede ser abundante en las aguas de Mo'orea incluidas las lagunas de la Polinesia Francesa en general40,41,42. L. laevigata y L. multiflora también pueden ser huéspedes naturales en esta área32,43 pero no fueron observados. Se sabe que estas cuatro especies coexisten en otras áreas geográficas, como, por ejemplo, en la bahía de Nhatrang en Vietnam, donde también se informó del camarón simbiótico44. Además, informamos, por primera vez, que Z. soror, referido exclusivamente como ectosimbionte12,32,33,34,35,36, puede ingresar a la cavidad bucal de su huésped (Fig. 2B) y podría, bajo ciertas condiciones condiciones (por ejemplo, estrés por depredación), un endosimbionte temporal. Como ningún estudio ha investigado específicamente la cavidad bucal de C. novaeguineae para monitorear la presencia de simbiontes, la aparición y carga simbiótica de Z. soror descrita en la literatura44,45 puede estar sesgada, ya que sabemos que algunos crustáceos simbióticos asociados con equinodermos exhiben con frecuencia un estilo de vida endosimbiótico (por ejemplo, el cangrejo arlequín L. orbicularis46).

Describimos parcialmente el desarrollo embrionario de Z. soror, proporcionando más información sobre el ciclo de vida de esta especie. Al igual que los camarones palemónidos no simbióticos, el desarrollo de Z. soror es complejo e implica múltiples etapas, desde la fertilización hasta la eclosión47,48,49,50; durante el cual los embriones sufren una serie de cambios morfológicos. Cada etapa se caracteriza por un momento específico y la modificación del tamaño, forma y funcionalidad de los órganos y estructuras en desarrollo47,48. La descripción embrionaria complementa el estudio precedente que describe la larva de Z. soror51. Las etapas zoeales posteriores a la eclosión nunca se habían observado antes. Sin embargo, en Palaemonidae, las larvas que nadan libremente pueden pasar por 9 a 13 estadios zoeos antes de alcanzar el estadio juvenil49. Tradicionalmente estudiado para especies de palemónidos comerciales47,48,49, comprender el desarrollo embrionario de organismos simbióticos también es importante para la gestión y conservación de la biodiversidad marina simbiótica.

Los experimentos de comportamiento en olfatómetros con adultos de Z. soror confirman que la selección del huésped del simbionte está mediada por la detección química, como ya se muestra en la literatura reciente12,34. Antokhina y Britayev demostraron que Z. soror reconoce su especie huésped original a través de señales químicas, pero no las otras especies huésped presentes en el medio ambiente12. Los resultados de nuestro innovador olfatómetro de tubo en Y de bajo flujo demuestran que las señales químicas de las estrellas de mar tienen un efecto atractivo sobre las larvas, provocando una quimiotaxis positiva y permitiendo que las larvas pelágicas se recluten selectivamente en sus huéspedes bentónicos antes de la metamorfosis. Esto garantiza la sostenibilidad de la asociación simbiótica a través de generaciones (Fig. 5) y también podría explicar por qué un estudio de genética molecular ha encontrado que diferentes poblaciones de Z. soror asociadas con diferentes especies de asteroides son genéticamente homogéneas52. Z. soror exhibe una capacidad notable para formar asociaciones con diversos huéspedes de estrellas de mar13,34,35,36,37,38, accediendo así a una amplia gama de hábitats y promoviendo el flujo de genes entre las poblaciones. Esencialmente, las larvas de Z. soror pueden encontrar hábitats adecuados en los trópicos y flotar con la corriente de agua si alguna de las especies hospedadoras está presente.

Diagrama resumen de los mecanismos involucrados en el reconocimiento de hospedador, el cambio de hospedador y los asentamientos larvarios en la asociación simbiótica entre Culcita novaeguineae y Zenopontonia soror. Las barras de escala representan 110 µm en A; 3,6 cm en B; 250 µm en C, D y F; 2 cm en E y G.

Por primera vez, el estudio revela que estos cócteles de astrosaponinas actúan como señales químicas (es decir, cairomonas) que permiten la selección del huésped tanto por parte de los adultos como de las larvas de Z. soror. Se ha sugerido previamente que las asterosaponinas de A. planci sirven como un factor de reclutamiento de feromonas que permite (1) a sus larvas realizar su metamorfosis en áreas donde están presentes otros conespecíficos y (2) la agregación de estrellas de mar adultas con corona de espinas53. En el presente estudio, comparamos los contenidos de asterosaponina de diferentes especies huésped y no huésped30,54,55 (Tabla 1) y encontramos que cada especie de estrella de mar produce una mezcla única de asterosaponinas. Esta especificidad explica las diferencias exhibidas por los adultos y las larvas de Z. soror cuando se exponen al agua condicionada por saponinas extraídas de diferentes especies hospedadoras potenciales. De hecho, los adultos de Z. soror sólo se sintieron atraídos por las saponinas de su especie huésped original, C. novaeguineae, en la que fueron recolectados exclusivamente. No fueron atraídos por las saponinas extraídas de otros 5 equinodermos, dos especies hospedantes potenciales donde ya se han registrado adultos de Z. soror en la literatura (A. planci y L. laevigata) y 3 especies no hospedantes (A. rubens, E. sepositus y H. scabra). No es sorprendente que los adultos de Z. soror no se sientan atraídos por especies que no son huéspedes, pero el hecho de que las saponinas de A. planci no provoquen una quimiotaxis positiva en los adultos pero sí atraigan a sus larvas puede explicarse por un fenómeno conocido como simbiótico. impresión del huésped. La impronta del huésped explica cómo un simbionte puede coadaptar sus capacidades de quimiorrecepción para reconocer la especie huésped específica en la que se encuentra12,56. Está bien establecido que la impronta del huésped es un fenómeno común entre los decápodos, para el reconocimiento del huésped, la preferencia de hábitat o el hábito alimentario, por ejemplo12,21,56,57. Por el contrario, Caulier et al.13 demostraron que los adultos de los cangrejos arlequín tropicales L. orbicularis reconocen positivamente las saponinas de Holothuria forskali (un pepino de mar templado donde nunca ocurren), lo que sugiere que la impronta no es una regla general para todos los decápodos. Tan pronto como son capaces de nadar eficazmente, las larvas de Z. soror son transportadas por las corrientes naturales de agua de mar a diferentes lugares del bentos. Si, por casualidad, contactan o están cerca de un huésped potencial, nuestros experimentos sugieren que su actividad de natación les permitirá permanecer en contacto con ese huésped. Probablemente aprovechando la superficie de este huésped, podrían permanecer allí el tiempo suficiente para metamorfosearse. De hecho, demostramos que pueden detectar la presencia de diferentes especies de huéspedes potenciales en su entorno y orientarse hacia ellas. Luego, los adultos de Z. soror quedarán impresos por la especie huésped original, especializando sus capacidades de quimiotaxis y ya no serán atraídos por las asterosaponinas producidas por otros huéspedes potenciales presentes en el medio ambiente.

Nuestros resultados confirman hallazgos anteriores de que cada especie de holoturoides y asteroides produce una mezcla única de diferentes congéneres de saponina, lo que da como resultado un cóctel distinto de moléculas que puede considerarse como una firma química30,54,55,58,59. Estas moléculas pueden desempeñar un papel tanto en la comunicación feromonal31 como en el fenómeno de reconocimiento del huésped13. Algunas especies de asteroides producen exclusivamente saponinas sulfatadas, mientras que otras sólo producen saponinas no sulfatadas y algunas producen ambas59,60,61. Además, se sabe que las saponinas desempeñan un papel crucial en la defensa química en ambientes marinos y tienen fuertes propiedades ictiotóxicas que disuaden eficazmente a los depredadores potenciales62. Por tanto, la fauna simbiótica debe desarrollar mecanismos para contrarrestar los efectos nocivos de las asterosaponinas. Además, también pueden aprovechar los mecanismos de defensa química de su huésped para protegerse de sus propios depredadores. En el presente estudio, encontramos que C. novaeguineae y A. planci solo producen saponinas no sulfatadas, mientras que L. laevigata produce asterosaponinas tanto sulfatadas como no sulfatadas. Curiosamente, estudios previos han mostrado diferencias en los perfiles de congéneres de saponina dentro de poblaciones de la misma especie, lo que puede explicarse por la distancia geográfica entre las poblaciones. Por ejemplo, C. novaeguineae ha sido estudiada previamente en el sur de China63,64,65,66,67, Vietnam61, Japón68 y Seychelles69. También se han realizado análisis similares para A. planci en Japón70 y Vietnam58,59. Por lo tanto, sería interesante comparar el atractivo potencial de los asteroides de diferentes partes del mundo para albergar sus larvas y simbiontes adultos en estudios futuros. Las diferencias en las mezclas de saponinas entre diferentes poblaciones de la misma especie también pueden afectar el reconocimiento y la agregación intraespecíficos, lo que subraya la posible aparición de un evento de especiación.

En este estudio, investigamos el reclutamiento de larvas simbiontes mediante detección química. Hemos demostrado que el reconocimiento químico del huésped no se limita a los simbiontes adultos, sino que también ocurre en las larvas de simbiontes. Los camarones adultos quedan impresos por su especie huésped inicial y ya no se sienten atraídos por las asterosaponinas producidas por otros huéspedes potenciales. Estos resultados arrojan luz sobre el misterio del reclutamiento de larvas de simbiontes y proporcionan información valiosa sobre cómo estos simbiontes completan su ciclo de vida.

Se realizaron dos expediciones científicas durante julio y agosto de 2021 y 2022 en el Centro de Investigación Insular y Observatorio Ambiental (CRIOBE) ubicado en Mo'orea, Polinesia Francesa. La recolección de muestras, la cría de larvas, los experimentos de comportamiento y las extracciones químicas se realizaron en el sitio. Los análisis de purificación química y espectrometría de masas se realizaron en la Universidad de Mons (Bélgica).

Zenopontonia soror (Nobili, 1904) y su huésped más frecuente en la zona, Culcita novaeguineae Müller & Troschel, 1842, fueron recolectados manualmente utilizando técnicas de buceo libre a profundidades que oscilaban entre 1 y 5 m en la costa norte de Mo'orea, ubicada entre las bahías Opunohu y Cook (17° 28′ 50″ S; 149° 50′ 00″ W; Fig. 1A,B). Las estrellas de mar recolectadas se almacenaron cuidadosamente en bolsas de plástico herméticas de 3 L llenas de agua de mar para evitar la pérdida de camarones simbióticos. Al llegar al laboratorio, se inventariaron los simbiontes, se midió cuidadosamente su longitud utilizando papel cuadriculado, se registró su número y se determinó su morfotipo (Fig. 1C-E). Cada individuo de camarón investigado en este estudio se originó a partir de una estrella de mar cojín. Luego, los huéspedes y los simbiontes se mantuvieron juntos en un tanque de agua abierto de 300 L con un sustrato arenoso durante un mínimo de 24 h hasta que se realizaran más experimentos. Durante ese tiempo, los simbiontes podrían cambiar de un individuo anfitrión a otro. Antes de los experimentos de comportamiento, las estrellas de mar y los camarones fueron separados y aislados individualmente en tanques de 30 L durante un mínimo de tres horas. Todos los experimentos de comportamiento se realizaron utilizando agua de mar filtrada con 1 µm, con una temperatura de 28 a 29 °C y una salinidad de 35‰, bombeada directamente desde la bahía de Opunohu frente a la estación marina. Para las extracciones de asterosaponina (ver a continuación), se recolectaron cinco C. novaeguineae y una estrella de mar con corona de espinas Acanthaster planci (Linnaeus, 1758). Este último fue recolectado manualmente buceando a 20 m de profundidad, en el arrecife externo fuera de la Bahía de Opunohu (17° 28′ 51″ S; 149° 51′ 21″ W; Fig. 1A,B).

Para obtener larvas de Z. soror (Fig. 1F), se mantuvieron 15 camarones grávidos en recipientes individuales de bajo volumen bajo una luz constante y una temperatura moderadamente elevada (29 ° C) durante 6 h en diferentes períodos del día. Los huevos de cinco hembras eclosionaron alrededor de las 22:00 horas y las larvas se utilizaron directamente para experimentos de comportamiento. Durante estos tratamientos, los huevos se recogieron periódicamente en el fondo del recipiente y se caracterizaron con binoculares para evaluar el desarrollo embrionario del huevo. Para cada etapa de desarrollo investigada, se consideraron para la descripción n = 6 propágulos y n = 10 larvas zoeales.

Después de la experimentación, todas las estrellas de mar cojín y sus camarones asociados fueron devueltos a su ubicación original en la laguna, con excepción de aquellas preservadas para extracciones de saponina. Los animales utilizados para los experimentos fueron mantenidos y tratados de acuerdo con las directrices especificadas por el Departamento de Medio Ambiente de la Polinesia Francesa (DIREN) y por el Ministerio belga de Comercio y Agricultura.

Los experimentos de comportamiento con camarones adultos y sus larvas (ver más abajo) requirieron la extracción química de asterosaponinas de tres especies hospedadoras y tres no hospedadoras. Las especies no hospedantes, Echinaster sepositus, Asterias rubens y Holothuria scabra, no fueron recolectadas en Mo'orea sino en el Mar Mediterráneo (bahía de Argel; Pointe Pescade; Argelia) y el Océano Atlántico Norte (Audresselles; Costa de Ópalo; Francia) durante el las dos primeras estrellas de mar, y el canal de Mozambique (Gran Arrecife de Toliara; Madagascar) para la tercera, un pepino de mar. No se habían registrado previamente como asociados de Z. soror, que se asocia exclusivamente con estrellas de mar tropicales12,32,33,34,35,36. El contenido de saponinas en estas especies se ha caracterizado previamente minuciosamente en nuestro laboratorio30,54,55 y se utilizaron extractos químicos conservados de estos estudios para experimentos con olfatómetros. Los análisis de extracción y espectrometría de masas de asterosponinas de las especies hospedantes potenciales, C. novaeguineae, A. planci, recolectadas en Mo'orea, y Linckia laevigata, del Gran Arrecife de Toliara (Madagascar) se realizaron utilizando la siguiente metodología estandarizada.

Las paredes corporales de cada especie se diseccionaron y liofilizaron con un liofilizador Alpha 1–2 durante 48 h para preservar la naturaleza química de los metabolitos. Luego, las muestras secas se trituraron finamente utilizando una trituradora mecánica IKA A11 y se homogeneizaron en una solución de grado técnico de metanol al 100% durante 12 h. El extracto metanólico se recuperó mediante centrifugación (10 min; 4500 rpm) y se diluyó con agua Milli-Q para alcanzar una relación MeOH:H2O de 70:30. Se dividió sucesivamente mediante tres extracciones líquido-líquido utilizando 100% n-hexano C6H14 grado técnico (v:v), 100% cloroformo CHCl3 grado técnico (v:v) y finalmente 100% diclorometano CH2Cl2 grado técnico (v:v). La solución hidrometanólica final se evaporó usando un evaporador rotatorio (Laborata 4001 eficiente, Heidolph) a baja presión en un baño maría a 60/65 °C. El residuo seco se redisolvió en agua Milli-Q y luego se purificó usando la última extracción líquido/líquido con isobutanol grado HPLC (v:v). La solución se lavó tres veces con agua Milli-Q para eliminar las sales inorgánicas y recuperar las saponinas purificadas, y esta fracción butanólica, que contenía las saponinas disueltas, se volvió a secar usando el rotavapor con los mismos parámetros descritos anteriormente. Los extractos secos se pesaron y almacenaron en la oscuridad a -20 °C hasta su uso en experimentos de olfatometría o análisis de espectrometría de masas.

Los extractos de asterosaponina purificados se sometieron a dos tipos de análisis espectrométricos71: (1) identificación y cuantificación de las saponinas presentes en los extractos y (2) análisis de masa exacto. Todos los espectros de masas se obtuvieron utilizando un espectrómetro de masas (Waters SYNAPT G2-Si) acoplado con un dispositivo de cromatografía líquida (Waters Acquity H-class) y se analizaron con el software MassLynx 4.1 (Waters).

La cromatografía líquida se realizó con 5 μl de la muestra en una columna UPLC de fase inversa ACQUITY UPLC BEH C18, 130 Å, 1,7 μm, 2,1 mm × 50 mm a 40 °C con un gradiente de eluyente A, que consta de una mezcla 60/40. de una solución de agua milli-Q y ácido fórmico grado HPLC (HCOOH, 0,1%) y eluyente B compuesto de acetonitrilo grado HPLC a una velocidad constante de 250 μl/min como se explica en Brasseur et al.22. Teniendo en cuenta que la gran mayoría de las astrosaponinas actualmente descritas en las estrellas de mar tienen una fracción sulfato30,58,59,60, los análisis de espectrometría de masas se realizaron mediante ionización negativa (-) o positiva (+) de las moléculas (ESI) por electropulverización. Tenga en cuenta que, en el presente estudio, no pretendemos caracterizar estructuralmente todas las moléculas de saponina, lo que generalmente requiere otras técnicas como la resonancia magnética de protones. Por lo tanto, solo informamos las composiciones elementales de saponina con respecto a los tiempos de elución de LC, consulte la Tabla 1.

Se utilizaron los siguientes parámetros para el ESI: un voltaje capilar de 2,5 kV (-) o 3,1 kV (+), un voltaje de cono de 40 V, un desplazamiento de fuente de 80 V, una temperatura de fuente de 100 °C y una temperatura de desolvatación. de 300 ºC. El gas ESI utilizado fue nitrógeno seco suministrado a un caudal de 60 L/h para el cono de gas y 500 L/h para el gas de desolvatación. El cuadrupolo se configuró para pasar iones desde m/z 50 a 2000, todos los iones se transmitieron a la región de empuje del analizador de tiempo de vuelo con un tiempo de integración de 1 s. Se realizó una comparación cuantitativa para cada congénere comparando el área bajo sus picos del espectro LC con una referencia interna, el hederacósido C, que también permitió determinar la pureza de la muestra. Para obtener las masas exactas de iones de saponina, los análisis se llevaron a cabo en modo positivo mediante ionización por electropulverización (ESI) de las moléculas con los iones hederacósido C ([M−H]−—m/z 1219,6, [M+H]+ —m/z 1221,6) como patrón interno (masa de bloqueo).

La cuantificación relativa de los extractos naturales se logró añadiendo una cantidad conocida (0,1 mg mL-1) de hederacósido C disponible comercialmente (Sigma-Aldrich-Product n° 97151-M-ClarityTM Program MQ100), como estándar interno en todas las soluciones de extracto de saponina a una concentración determinada, normalmente 0,1 mg·mL-1. La solución enriquecida se analizó mediante LC-MS (inyección de 5 µl) utilizando las condiciones experimentales descritas aquí anteriormente. Para cada molécula de saponina, incluido el hederacósido C, las señales iónicas LC-MS correspondientes, incluidas todas las composiciones isotópicas, se integraron utilizando el algoritmo de integración disponible en el software MassLynxTM 4.1. Luego se utilizaron los recuentos globales de iones para estimar la concentración relativa (% molar) de cada congénere de saponina dentro del cóctel de saponina. Los porcentajes en peso en el extracto corresponden a los porcentajes en masa de congéneres de saponina en relación con el hederacósido C dentro de los extractos de saponina. Tenga en cuenta que la suma del % en peso no llega al 100%, lo que permite estimar el contenido de saponina (pureza) dentro del extracto.

El comportamiento de comunicación química entre los camarones estrella de mar y las diferentes especies huésped y no huésped se estudió utilizando dos tipos de olfatómetros (Fig. 6), incluido un innovador dispositivo de tubo en Y hecho a medida para la quimiotaxis larval en condiciones de bajo flujo (Fig. 6B,E). Los experimentos se realizaron en dos etapas: (1) investigación de la comunicación química entre adultos y larvas de Z. soror y su especie huésped C. novaeguineae, y (2) identificación del posible papel kairomonal de las saponinas extraídas de varias especies. Uno de los acuarios (A) del olfatómetro contenía agua de mar acondicionada con estrellas de mar vivas o saponinas purificadas, mientras que el otro (B) estaba lleno de agua de mar de control. El agua de prueba consistió en agua de mar acondicionada con estrellas de mar vivas (es decir, acondicionada con 2 individuos en un acuario de 10 L durante 2 h) o con asterosponinas purificadas de C. novaeguineae o A. planci diluidas con una concentración de 0,01 mg L-1 (determinada empíricamente en ensayos preliminares). La laminaridad del flujo y la velocidad del flujo dentro de los olfatómetros se controlaron utilizando sal de fluoresceína antes de los experimentos (Fig. 6D, E). Para cada experimento se realizaron un mínimo de 20 repeticiones utilizando 20 camarones adultos (usando los tres morfotipos diferentes), y los acuarios se intercambiaron cada 10 ejecuciones (para considerar cualquier variación que pudiera existir en ambos lados de los olfatómetros). Una vez probado, cada individuo de camarón adulto se dejó en su huésped durante 10 días entre experimentos. También se utilizó un mínimo de veinte larvas en un experimento (20 ensayos) y cada larva se analizó sólo una vez inmediatamente después de la eclosión. Se lavó todo el olfatómetro después de cada prueba. En experimentos con adultos y larvas se realizó un control negativo, con ambos acuarios llenos de agua de mar. Los experimentos se realizaron en una habitación oscura con luces LED artificiales de baja intensidad.

Dispositivos experimentales utilizados en experimentos conductuales: (A) olfatómetro utilizado para adultos Z. soror. (B) olfatómetro de bajo flujo utilizado para larvas de Z. soror. C1 señal química 1, C2 señal química 2, M mezcla de ambas señales, zona de monitoreo MZ, bomba peristáltica P, válvula V que compone el sistema de regulación de válvulas, salida E. (C) Dispositivo experimental real utilizado para adultos Z. soror. (D) Zoom del tubo Y (correspondiente a la zona de monitoreo) usado para Z. soror adulto, con visualización de la laminaridad del flujo usando fluoresceína y (E) olfatómetro real de bajo flujo usado para larvas de Z. soror, con el Visualización de la laminaridad del flujo utilizando colorantes alimentarios. MZ = zona de monitoreo. Las barras de escala representan 13,3 cm en (C); 3,3 cm pulgadas (D); 5 cm en (E).

La atracción química de los adultos de Z. soror hacia C. novaeguineae se evaluó utilizando un sistema olfatómetro de tubo en Y (Fig. 6A, C, D) similar al descrito en varios estudios previos13,21,22. El sistema consistía en una rama no apareada de 20 cm de largo conectada a dos ramas pareadas de 10 cm, cada una de las cuales estaba conectada a un acuario de 10 L. El diámetro del tubo de vidrio fue de 3 cm. El agua fluyó desde estos dos acuarios a través del olfatómetro y fue evacuada en la base de la rama no apareada del tubo en Y donde se introdujeron los camarones al comienzo de cada prueba y el flujo de agua se reguló a una velocidad de 2 a 3 cm s. −1. Se registró una comunicación química atractiva cuando una proporción significativa de camarones ascendieron por el flujo y se orientaron hacia la fuente de estímulo olfativo. Durante una prueba típica, se introdujo una Z. soror en la base de la rama no apareada del tubo Y. Si no se estimulaba, el camarón permanecía en la base de la rama sin moverse y el experimento se abortaba y se consideraba nulo después de 5 min (nulo). Si se estimulaba al camarón, se movía hacia la rama no emparejada hasta la unión de las dos ramas emparejadas, donde normalmente dejaba de moverse, probaba los flujos de agua y entraba en una de las ramas emparejadas. Por lo tanto, se registraron dos tipos de comportamientos en el tubo Y: el comportamiento de movimiento, cuando los camarones se movieron durante al menos 10 cm dentro de la rama no apareada hacia la fuente de estimulación, y el comportamiento de orientación, cuando los camarones entraron en una de las dos ramas emparejadas y alcanzaron la fuente de estimulación. acuario correspondiente 13,15,16. Los vídeos SI1 y SI2 ilustran el movimiento y los comportamientos de orientación del camarón Z. soror en tubos en Y. El video SI1 representa un Z. soror típico que se comporta en respuesta a un estímulo químico positivo (comportamiento positivo de movimiento y orientación) y el video si2 corresponde a un camarón que no se siente atraído por ninguna señal química y permanece quieto en el dispositivo (resultado nulo). Esos videos se grabaron solo con fines ilustrativos, ya que las pruebas típicas no se filmaron para evitar sesgos y se realizaron en condiciones de poca luz.

La atracción química de las larvas de Z. soror hacia C. novaeguineae se evaluó en un nuevo e innovador dispositivo olfatómetro de bajo flujo (Fig. 6B, E) diseñado para medir la quimiotaxis en una corriente baja que permite a las larvas nadar en el sistema. Consistía en un compartimento de plexiglás de 25 cm de largo, con el extremo superior conectado a una bomba peristáltica Cole-Parmer MasterFlex® de doble flujo que traía señales de dos acuarios de 10 L. El agua fluyó desde las extremidades superiores a través del olfatómetro y fue evacuada en la base de la extremidad inferior. Los dos flujos se mantuvieron separados por una delgada pared de separación en los primeros 3 cm del dispositivo, para estabilizar y discriminar los dos flujos laminares. Aguas abajo en el sistema, los flujos se mezclaron creando un gradiente químico (Fig. 6B, E). La zona de monitoreo (es decir, donde se introdujeron las larvas y se registraron sus comportamientos) estaba comprendida entre el límite donde las señales se mezclan y el sistema de regulación de la válvula que limita la velocidad del flujo. La laminaridad del flujo dentro del olfatómetro se controló utilizando dos colorantes alimentarios diferentes antes de los experimentos (Fig. 6E) y la corriente de agua se reguló con una bomba a 24 ml min-1. Se registró una comunicación química atractiva cuando una proporción significativa de larvas nadaba activamente y orientada hacia la fuente de estímulo olfativo. Si no se estimulaba, las larvas permanecían inmóviles y eran transportadas pasivamente (es decir, a la deriva) a través del área de monitoreo sin una orientación clara en menos de 30 s. En ese caso, el juicio se consideró nulo. Durante una prueba típica, si se estimulaban las larvas, se movían activamente y podían elegir un lado del dispositivo mientras avanzaban activamente contra la baja corriente. Por lo tanto, se registraron dos tipos de comportamiento en los olfatómetros de larvas: el comportamiento de movimiento correspondiente a la observación de los movimientos de natación de las larvas en la zona de seguimiento y el comportamiento de orientación que se midió con el registro de posición que se produce cada 5 s (izquierda, centro o derecha en la zona de monitoreo) del dispositivo. También se registró el tiempo de deriva de las larvas que permanecieron dentro de la zona de monitoreo, con un máximo de 200 s que correspondió al final de la experimentación.

El comportamiento de movimiento de los camarones adultos y las larvas se evaluó comparando el número de veces que comenzaron a moverse bajo estimulación (quimiotaxis) con el número de veces que se movieron en respuesta al agua de mar de control (prueba negativa), utilizando una prueba de chi-cuadrado de Pearson. con corrección de continuidad de Yates (χ2 = 0,05, gl = 1). El comportamiento de orientación de los camarones adultos y las larvas se determinó comparando el porcentaje de individuos que se orientaron hacia un lado con un producto químico con una distribución aleatoria (prueba binomial, probabilidad de éxito = 0,5). El tiempo que las larvas permanecieron en el dispositivo de bajo flujo se evaluó mediante un análisis de varianza (ANOVA) considerando una diferencia significativa en el tiempo de deriva entre las pruebas en el nivel α del 5%. Se realizaron múltiples comparaciones de medias (Tukey HSD) para comparar los resultados. Todas las pruebas estadísticas se realizaron con el software R (proyecto R, 0.64 3.2.3; R Core Team). Para cada prueba, los resultados se consideraron significativos cuando el valor de P es legal o inferior a 0,01.

El muestreo y la experimentación se realizaron de acuerdo con el permiso y las normas APA otorgadas por la “Direction de l'Environnement de Polynésie française” (DIREN).

Los datos presentados en este estudio están disponibles en el material complementario y están disponibles previa solicitud en AL o GC.

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Este trabajo es una contribución del Centro Interuniversitario de Biología Marina (CIBIM) y la estación CRIOBE, Mo'orea. Tanto AL como PS se beneficiaron de una beca de doctorado FRIA (FRS-FNRS) y AL y GC se beneficiaron de una beca de viaje FRS-FNRS y Léopold III. JM es investigador asociado del Fondo de Investigación Científica de Bélgica (FRS-FNRS). JD es investigador postdoctoral de la FRS-FNRS (Ref n°34761044). Agradecemos al personal del “Servicio de Excelencia CORAIL” y de la estación marina EPHE-UPVD-CNRS, USR 3278 CRIOBE por el alojamiento, los consejos científicos y las instalaciones en el campo. Los autores también agradecen al estadístico de la UMONS Guylian Engels por sus consejos con los análisis estadísticos y al infografista de la UMONS Nathan Puozzo por la realización de los esquemas del olfatómetro en la Fig. 6.

Estos autores contribuyeron igualmente: Igor Eeckhaut y Jérôme Mallefet.

Unidad de Biología de Organismos Marinos y Biomimética, Instituto de Investigación en Biociencias, Universidad de Mons-UMONS, 23 Place du Parc, 7000, Mons, Bélgica

Alexia Lourtie, Igor Eeckhaut, Mathilde Isorez, Lisa Mussoi, Jérôme Delroisse y Guillaume Caulier

Laboratorio de Biología Marina, Instituto de la Tierra y la Vida, Universidad UCLouvain, Croix du sud 3/L7.06.04, 1348, Louvain-la-Neuve, Bélgica

Alexia Lourtie y Jérôme Mallefet

Estación Marina Belaza (IH.SM-UMONS-ULIEGE), Toliara, Madagascar

Igor Eeckhaut y Guillaume Caulier

Laboratorio de Síntesis Orgánica y Espectrometría de Masas, Instituto de Investigación de Biociencias, Universidad de Mons-UMONS, 23 Place du Parc, 7000, Mons, Bélgica

Philippe Savarino y Pascal Gerbaux

Universidad de Investigación PSL: EPHE-CNRS-UPVD, USR 3278 CRIOBE, BP 1013, 98729, Papetoai, Mo'orea, Polinesia Francesa

Hugo Bischoff y Laetitia Hédouin

Laboratorio de Excelencia CORAIL, Mo'orea, Polinesia Francesa

Hugo Bischoff y Laetitia Hédouin

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AL realizó, contribuyó, analizó e interpretó todos los resultados. AL y GC concibieron la idea y los métodos, recolectaron y recolectaron muestras durante las excursiones, incluidas todas las fotografías utilizadas para ilustrar el artículo. MI realizó la primera extracción química y PS realizó la otra extracción química y caracterizó el cóctel de saponinas. PG supervisó la experimentación relacionada con la química. LM analizó el ciclo de desarrollo del camarón y creó y describió la Fig. 3C. HB diseñó el nuevo dispositivo olfatómetro de bajo flujo. JD asesora a AL para redactar cifras y realizar análisis. LH proporciona el material en la estación CRIOBE y asesora a AL y GC para la selección de un área de muestreo precisa. AL escribió el primer borrador del manuscrito. IE, JM, PS, JD, PG y GC revisaron el manuscrito y todos los coautores aprobaron la versión final. IE, JM y GC supervisaron el estudio. GC y LH supervisaron las excursiones.

Correspondencia a Alexia Lourtie o Guillaume Caulier.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Lourtie, A., Eeckhaut, I., Mallefet, J. et al. Los metabolitos específicos de cada especie median en la selección de huéspedes y el reclutamiento de larvas del camarón estrella de mar simbiótico. Representante científico 13, 12674 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39527-2

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Recibido: 12 de mayo de 2023

Aceptado: 26 de julio de 2023

Publicado: 04 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39527-2

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